Basics of organic chemistry (1.LF GM)

=== Alcohols and phenols === Alcohols are part of the non-aromatic hydroxy derivatives of hydrocarbons, while phenols contain a hydroxyl functional group attached directly to the benzene ring. According to the position of the –OH group in the aliphatic chain, we distinguish between primary, secondary and tertiary alcohols.

Primary alcohols
The -OH group is attached to the primary carbon (ie, the carbon attached to only one alkyl group).

Secondary alcohols
The -OH group is attached to a secondary carbon (i.e., a carbon attached to two alkyl groups).

Tertiary alcohols
The -OH group is attached to a tertiary carbon (i.e., a carbon attached to three alkyl groups).

Examples of phenols
Phenol

The -OH group is attached directly to the benzene ring.

α-naphthol

The -OH group is attached directly to the naphthalene nucleus

'''For these substances a series of reactions is typical. For the purposes of practical exercises, we will focus only on the oxidation reactions of alcohols and the azo-coupling reactions of phenols.'''

Oxidation of alcohols

 * primary alcohols are oxidized to aldehydes and then to carboxylic acids with suitable oxidizing agents
 * secondary alcohols to ketones
 * tertiary alcohols do not oxidize without breaking the carbon skeleton

From phenols, only compounds with two -OH groups in the o- and p- position are oxidized to form quinones.

A suitable oxidizing agent is, for example, a chrome-sulfur mixture, i.e. an orange-colored dichroman (i.e., a Cr6+ compound) with sulfuric acid, which is reduced to green chromium sulfate (Cr3+) by reaction with a primary or secondary alcohol.

An example is the oxidation of methanol to formaldehyde:

3 CH3OH + K2Cr2O7 + 4 H2SO4 → 3 HCOH + Cr2(SO4)3 + K2SO4 + 7 H2O

If we want to distinguish between primary and secondary alcohols, we will use the different qualities of their oxidation products, i.e. aldehydes and ketones. Aldehydes are reduced by Tollens', Fehling's or Benedict's reagent (see below). However, the most sensitive reaction, which does not require the production of a large amount of aldehyde and is therefore suitable for the determination of the aldehyde formed, is the reaction with Schiff's reagent.

Schiff's reagent is an aqueous solution of the violet-red dye fuchsin to which bisulfite or sulfite is added. Hydrogen sulphite is adducted to the central carbon atom, thereby disrupting the quinoid structure that conditions the colour. A colorless fuchsin sulfuric acid solution is formed. After adding even a small amount of aldehyde, sulfuric acid is released from the bond to fuchsin, which binds to the aldehyde group with a stronger bond. In the fuchsin molecule, the quinoid structure is restored and the solution turns violet-red again.

The reaction is performed in the apparatus shown in the figure. The mixture of alcohol and chromic sulfuric acid is carefully heated. The resulting aldehyde/ketone is introduced into a tube with Schiff's reagent, which turns purple in the presence of aldehyde.

The reaction with Schiff's reagent is also widely used in histology in the so-called PAS reaction (Periodic Acid - Schiff) for the detection of glycogen and other polysaccharides in tissues. The principle is the oxidation of carbohydrates with periodic acid to aldehydes, which then react with Schiff's reagent to produce a purple-red coloration.

Oxidation of alcohols in the body
Etanol je součástí řady alkoholických nápojů, léčiv, a rovněž se v malé míře spontánně produkuje v zažívacím traktu. V těle je metabolizován převážně játry, malé množství nezmetabolizovaného alkoholu se vylučuje plícemi, ledvinami a kůží. Hlavním systémem jaterního metabolismu etanolu je oxidace v cytoplasmě hepatocytů. V prvním kroku se etanol oxiduje na acetaldehyd enzymem alkoholdehydrogenázou (ADH, EC 1.1.1.1). Aktivita tohoto enzymu je dána geneticky a může vysvětlovat různou individuální vnímavost k alkoholu. Acetaldehyd je konvertován aldehyddehydrogenázami (ALDH, např. EC 1.2.1.3) na konečný acetát, který je dále metabolizován na acetyl-CoA.

Na rozdíl od etanolu, metanol je pro lidský organismus vysoce toxický i v malých dávkách. Po pozření 10 ml může dojít k nevratnému poškození optického nervu a oslepnutí, dávka kolem 30 ml je smrtelná. Příčinou vysoké toxicity methanolu je jeho oxidace využívající stejné enzymatické systémy jako etanol. ADH přemění metanol na toxický formaldehyd a z něj vznikne působením ALDH kyselina mravenčí, způsobující hypoxii na buněčné úrovni a metabolickou acidózu. Antidotem při otravě metanolem je etanol, kompetitivní inhibitor ADH, který zabrání vytvoření toxických metabolitů a umožní vyloučení metanolu ledvinami.

Azokopulační reakce fenolů Příklad arendiazoniové soli, benzendiazoniumchlorid

Arendiazoniové soli vznikají reakcí aromatických aminů s dusitanem sodným.

Skupina N+≡N je pak základem pro vznik dusíkového můstku, který spojí v kyselém prostředí arendiazoniovou sůl s fenolickou sloučeninou. Výsledkem je vznik barevné azosloučeniny, tedy látky s benzenovými jádry spojenými právě N=N můstkem.

Nejjednodušší azokopulační reakcí je vznik azobarviva reakcí arendiazoniové soli s fenolem. Vzniká žluté barvivo, označované jako anilinová žluť nebo sudanová žluť R.

Azosloučeniny se vyznačují různě bohatým π elektronovým systémem vazeb. Pokud skrz tento systém proniká bílé světlo, některé vlnové délky jsou elektronovým systémem absorbovány a výsledná barva je vlastně tvořena neabsorbovanými vlnovými délkami. Vznikají tak celé škály barevných sloučenin, které se dají využít v analytice při spektrofotometrických stanoveních v biochemii (žlučová barviva) nebo v průmyslu při výrobě barviv (diazobarviva).

Dalším příkladem azokopulační reakce je vznik oranžového azobraviva azokopulační reakcí s α-naftolem.

I relativně malá změna ve struktuře azobarviva může mít za následek odlišnou absorpci vlnových délek příslušnou látkou a tím i její barvu, kterou vnímáme. Toho se využívá např. při určování pH. Například metyloranž existuje ve dvou formách v závislosti na pH:

Karbonylové sloučeniny [ ✎ upravit vložený článek ] Struktura karbonylových sloučenin

Karbonylové sloučeniny ve své molekule obsahují C=O skupinu – tu nazýváme karbonylovou neboli oxoskupinou. Mezi karbonylové sloučeniny řadíme aldehydy, ketony a chinony (posledním se v tomto textu věnovat nebudeme). V případě ketonů jsou na oxoskupinu vázány dva uhlíkaté zbytky, zatímco aldehydy mají jednu valenci obsazenou vodíkem a druhou uhlíkatým zbytkem (v případě nejjednoduššího aldehydu, formaldehydu, jsou obě valence obsazeny vodíkem).

Vodík v aldehydové skupině je ochotným akceptorem elektronů – aldehydová skupina tak vykazuje redukční vlastnosti (sama se při redukci substrátu oxiduje na karboxylovou skupinu). Oproti tomu ketony redukční vlastnosti nemají a k jejich oxidaci dochází až za použití silných oxidačních činidel (přitom dochází ke štěpení uhlíkatého řetězce). Vzhledem k přítomnosti dvojné vazby nás nepřekvapí, že karbonylové sloučeniny mohou být substrátem redukčních reakcí – redukují se přitom na alkoholy.

Průkaz aldehydů

Velmi citlivou metodou průkazu aldehydové skupiny je reakce se Schiffovým činidlem.

Další skupina činidel prokazuje redukční vlastnosti aldehydů. Hlavní složkou bývá kovový kation, který se reakcí s aldehydem redukuje a přitom mění barvu. Někdy dochází k redukci až na elementární kov, který je pozorovatelný jakožto „kovové zrcátko“. Při reakci s Tollensovým činidlem využíváme redukci stříbrných iontů na stříbro (černé zrcátko), při Fehlingově, Benedictově či Barfoedově zkoušce dochází k redukci měďnatých iontů na červenohnědý oxid měďný (případně až na elementární měď), zatímco při Nylanderově zkoušce vzniká kovový bismut z bismutitých kationtů.

Patrně k nejdůležitějším aldehydům v těle patří sacharidy, proto byly výše zmíněné reakce používány zejména ke stanovení přítomnosti glukózy v moči. Dnes tuto úlohu převzaly metody specifičtější, a tak se s redukčními zkouškami (zejména Barfoedovou) setkáváme hlavně při screeningovému vyšetření vrozených vad metabolismu sacharidů (přítomnost redukujícího cukru v moči).

Průkaz ketonů

Ketoskupinu prokazujeme reakcí s nitroprusidem sodným (ať už při Legalově či Lestradetově zkoušce) v alkalickém prostředí, kdy vzniká červenofialový komplex.

Tato reakce se dodnes používá k průkazu ketolátek v moči.

Ketolátky vznikají při hladovění či u nekompenzovaných pacientů s cukrovkou, kdy je v buňkách nedostatek glukózy a energie se získává především odbouráváním tuků. Mezi ketolátky klinici počítají aceton, kyselinu acetoctovou a kyselinu β-hydroxymáselnou. Je třeba si však uvědomit, že kyselina β-hydroxymáselná mezi ketony z chemického hlediska nepatří (má hydroxy a karboxyskupinu, nikoli však ketoskupinu), a tak s nitroprusidem nereaguje. Negativní výsledek testu tak s jistotou nedokáže vyloučit ketoacidózu.

Karboxylové kyseliny [ ✎ upravit vložený článek ] Kyselina octová, příklad karboxylové kyseliny

Karboxylové kyseliny jsou organické sloučeniny, charakterizované přítomností skupiny -COOH. Ve srovnání s kyselinami anorganickými patří spíše ke kyselinám slabším. Jejich síla (tj. ochota odštěpovat proton) je závislá na délce uhlíkatého řetězce (s délkou řetězce síla klesá) a na případných substituentech (např. přítomnost halogenu sílu zvyšuje – kyselina trichloroctová je mnohem silnější než kyselina octová). Karboxylové kyseliny (či jejich soli) jsou v lidském těle poměrně hojné.

Důležitými funkčními deriváty karboxylových kyselin jsou estery – sloučeniny vzniklé reakcí karboxylové kyseliny a alkoholu (či fenolu), které jsou velmi špatně rozpustné ve vodě. Esterifikace probíhá v kyselém prostředí (ideálně s kyselinou sírovou, která běh reakce podpoří i vázáním vznikající vody):

R-COOH + R‘-OH → R-COOR‘ + H2O

Estery nižších či aromatických karboxylových kyselin s nižšími alkoholy mívají velmi výraznou vůni (často se používají jako esence – rumová, hrušková, ananasová, atd.). V biochemii nás však budou zajímat převážně estery složitější – tuky a vosky.

Chromatografie na tenké vrstvě [ ✎ upravit vložený článek ]

Chromatografie na tenké vrstvě patří mezi separační metody, oddělující látky ze směsi na základě odlišné afinity jednotlivých složek směsi ke stacionární a mobilní fázi.

U tenkovrstevné chromatografie je skleněná, hliníková nebo plastová deska potažena tenkou vrstvou stacionární fáze (silikagel, oxid hlinitý atd.), na kterou je nanášen analyzovaný vzorek. Látkové množství nanášeného vzorku by nemělo přesáhnout absorpční kapacitu stacionární fáze (je třeba optimalizovat množství vzorku a použitou tloušťku stacionární fáze).

Silikagel

Silikagel je forma oxidu křemičitého, u kterého jsou atomy křemíku mezi sebou zesíťovány přes molekuly kyslíku. Směrem k povrchu destičky jsou na atomy křemíku navázány –OH skupiny. Celá struktura pak vypadá následovně:

Schéma tenkovrstevné chromatografie a výpočtu Rf (podrobnosti v textu)

Navázané –OH skupiny dávají povrchu destičky polární vlastnosti s možností tvorby vodíkových můstků a dalších nekovalentních interakcí se separovanými látkami.

Mobilní fáze

Mobilní fáze je specificky definovaná směs rozpouštědel, kterou nalijeme v malé vrstvě (do 1 cm sloupce kapaliny) do chromatografické vany. Poté do vany vložíme chromatografickou desku s naneseným vzorkem tak, aby vzorek byl nad hladinou rozpouštědla a aby se TLC deska opírala o stěnu pouze zadní stranou. Mobilní fáze vzlíná po desce směrem vzhůru a unáší s sebou i analyzovaný vzorek. Rychlost, kterou je vzorek unášen směrem vzhůru, závisí na rozpustnosti vzorku v mobilní fázi a na stupni interakce s fází stacionární (afinitě k stacionární fázi). Čím větší je afinita vzorku ke stacionární fázi, tím pomaleji stoupá vzhůru. Když rozpouštědlo dorazí dostatečně daleko od startu (většinou více než do ¾ desky), vyjmeme desku z chromatografické vany a pozici na desce, kam doputovalo rozpouštědlo, označíme čarou (= čelo).

Retardační faktor

Poté změříme vzdálenost jednotlivých látek od startu a pro každou látku vypočítáme takzvaný retenční (retardační) faktor Rf. Hodnota Rf udává, jak daleko zaostává skvrna analyzované látky za čelem rozpouštědla. Rf je pro danou látku v daném systému charakteristický, tzn., že pokud experiment zopakujeme, měli bychom ve stejném uspořádání získat stejný Rf. V našem případě bude pro látku A Rf=a/c, pro látku B Rf=b/c (viz obrázek).

V případě, že se nejedná o barevné látky, je třeba je před analýzou vizualizovat. Metod je několik, od přítomnosti fluorescenční látky přímo v desce, kdy se jednotlivé látky pod UV lampou jeví jako černé skvrny, po chemickou detekci, kdy se vyvinutá chromatografická deska postříká činidlem (ninhydrin pro aminokyseliny atd.), které zreaguje s danými látkami a vytvoří tak barevný produkt.

Postup:

V tomto praktickém cvičení budeme používat plastovou destičku potaženou silikagelem. Celý postup by měl probíhat kvůli organické mobilní fázi v digestoři. Na aktivní stacionární fázi nesaháme, při manipulaci s deskou používáme rukavice.

Nalijeme rouzpuštědlo do chromatografické vany, uzavřeme ji víkem a necháme chvíli ekvilibrovat. Výpary rozpouštědla by měly vysytit vnitřní prostor nad hladinou. Pipetou nebo stříkačkou naneseme vzorek na TLC desku a nanesenou směs necháme uschnout. Odklopíme víko a desku vložíme co nejrychleji dovnitř. Víko ihned zaklopíme. Kontrolujeme, aby se čelo rozpouštědla nedostalo až za horní hranu desky. V tom případě by část vzorku "vyjela" ven a nebylo by možné určit Rf. Analýzu ukončíme vyjmutím desky z chromatografické vany a označením čela analýzy. Odkazy Zdroj LENÍČEK, M. a L. MUCHOVÁ. Organika I. Návody pro praktická cvičení. 1. vydání. Praha. 2011.